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MSc Informatica Medica
U-Chile
U-Chile / International


Procesamiento de Imágenes y Bioseñales I & II

| 23 de Agosto - 11 de Diciembre 2014, SCIAN-Lab, Facultad de Medicina, U-Chile |



Organización

Steffen Härtel, SCIAN-Lab, BNI, ICBM, F-Med, Universidad de Chile.

Lugar

Facultad de Medicina, Independencia 1027, Universidad de Chile, Santiago, Chile

Profesores Participantes

ICBM | Facultad de Medicina, U-Chile
Dr. Steffen Härtel, SCIAN-Lab, Programa de Anatomía y Biología del Desarrollo (PABD)
Dr. Enzo Brunetti, Laboratorio Neuro-Sistemas
Dr. Omar Ramírez, SCIAN-Lab, PABD
Dr. Víctor Castañeda, SCIAN-Lab, PABD
Dr. Mauricio Cerda, SCIAN-Lab, PABD
Dr. Nestor Sepulveda, SCIAN-Lab/BNI, PABD
Dr.(c) Jorge Jara, SCIAN-Lab, PABD
Dr.(c) Jorge Toledo, SCIAN-Lab, PABD
Ing. Felipe Santibáñez, SCIAN-Lab
MSc. Susana Vargas, Centro de Espermiogramas Asistidos por Internet CEDAI-Spa, SCIAN-Lab

CMM | Facultad de Ciencias Físicas y Matemáticas (FCFM), U-Chile
Dr. Takeshi Asahi, Laboratorio de Modelamiento en Imágenes Científicas y Visualización(MOTIV) y Centro de Modelamiento Matemático (CMM)

Programa del Módulo

El modulo (M12) esta dividido en dos cursos:
1. Procesamiento de Imágenes y Bioseñales I, M12.1 con 4 créditos:  
2. Procesamiento de Imágenes y Bioseñales II, M12.2 con 3 créditos:  

Tópicos centrales son:
(i) imágenes biológicas y biomédicas,
(ii) métodos y técnicas de análisis y procesamiento de imágenes,
(iii) análisis de estructuras biológicas y biomedicas en imágenes digitales, y
(iv) microscopía de alta velocidad y super resolución.

Clases Procesamiento de Imágenes y Bioseñales I

  Sa 23.08, 9.00h, Sesión 1: 3h 20min, S Härtel: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas I
  Sa 23.08, 13:40h, Sesión 2: 3h 20min, V Casañeda: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas II
 ,  ,  , Sa 30.08, 9.00h, Sesión 3: 3h 20min, O Ramirez / J Toledo: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas III: Microscopía de Fluorescencia (Práctico) (prepaso práctico 1-3).
Sa 30.08, 13:40h, Sesión 4: 3h 20min, O Ramirez / J Toledo: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas IV: Microscopía de Fluorescencia (Práctico).
  Sa 06.09, 9.00h, Sesión 5: 3h 20min, T Asahi: Teoría de señales e imágenes I.
 ,  , Sa 06.09, 13.40h, Sesión 6: 3h 20min, E Brunetti: Teoría de señales: Señales electrofisiológicas.
 ,  , Ju 25.09, 18.00h, Sesión 7: 3h 20min, T Asahi: Teoría de señales e imágenes II.
  Vi 26.09, 18.00h, Sesión 8: 3h 20min, J Jara: Métodos y técnicas de segmentación de imágenes I.
Sa 27.09, 9.00h-10.30, Sesión 9: 1h 30min, Luis Bahamonde Muñoz, "Navegador Striker II: GPS en Cirugía"
 Sa 27.09, 10.50h-12.20, Sesión 9: 3h 20min, J Jara: Métodos y técnicas de segmentación de imágenes II.
Sa 27.09, 13.40h, Sesión 10: 3h 20min, J Jara / J Toledo / M Cerda: Métodos y técnicas de segmentación de imágenes III (Práctico).
 Sa 04.10, 9.00h, Sesión 11: 3h 20min, M Cerda: Análisis de estructuras biomédicas en imágenes digitales I.
 Sa 04.10, 13.40h, Sesión 12: 3h 20min, M Cerda / J Jara / J Toledo: Métodos y técnicas de segmentación de imágenes II (Práctico).
Sa 18.10, 9.00h, Sesión 13: 2h, S Härtel: E X A M E N.

Clases Procesamiento de Imágenes y Bioseñales II

  Sa 11.10, 18.00h, Sesión 1: 3h 20min, M. Cerda: Interpretación de imágenes biológicas y biomédicas en series de tiempo I (Heidelberg Center)
  Sa 18.10, 13.40h, Sesión 2: 3h 20min, M Cerda / J Toledo: Interpretación de imágenes biológicas y biomédicas en series de tiempo II (Práctico)
 ,   Vi 24.10, 18.00h, Sesión 3: 1h 30min, J Fauquex: Dicom, Dicomweb y Pacs Cloud
Vi 24.10, 19.30h, Sesión 3: 1h 50min, S Vargas: Espermiogramas Digitales
 ,   Sa 25.10, 13.40h, Sesión 4: 3h 20min, S Härtel / F Santibañez: Conceptos de microscopía de super-resolution (Premio Nobel in Chemistry)
  Vi 7.11, 18.00h, Sesión 5: 3h 20min, S Härtel / O Ramírez / J Toledo / F Santibañez: Conceptos de microscopía óptica masiva y subdifracción (super-resolution) II
 ,   Vi 14.11, 18.00h, Sesión 6: 3h 20min, O Ramírez / V Castañeda / F Santibáñez: Conceptos de microscopía óptica masiva y subdifracción (super-resolution) III (Práctico)
  Vi 21.11, 18.00h, Sesión 7: 3h 20min, M Cerda: Mallas geométricas y practico
  Vi 28.11, 18.00h, Sesión 8: 3h 20min, N Sepulveda: Modelos Computacionales de Migración
Ju 11.12, 18.00h, Sesión 10: 2h, S Härtel: E X A M E N.

Preguntas Frecuentes

¿Cuanto cuesta el Curso?
  • Si eres alumno regular de la Universidad de Chile, el curso es Gratuito.
  • Si no eres alumno regular de la Universidad de Chile, el valor del curso es de 11,41 UF.
¿Donde me inscribo si "NO" soy alumno regular de post-grado de la Universidad de Chile?
  • Si no eres alumno regular de post-grado de la Universidad de Chile, debes comunicarte con la oficina de post-grado de la facultad de Medicina de la Universidad de Chile, ademas debes descargar y enviar el formulario de solicitud de cupo para alumno libre desde AQUI .
  • Monica Astudillo, tel + 56 2 2978 6440, correo: mastudillo@med.uchile.cl
  • Karla Romero , tel + 56 2 2978 9589, correo: karlaromero@med.uchile.cl
  • Dirección Avenida Independencia 1027, Santiago, Chile.

¿Donde me inscribo si "SOY" alumno regular de post-grado de la Universidad de Chile?
  • Para el caso de los alumnos de postgrado de otras facultades, cada secretaria de postgrado debe enviar la solicitud/inscripcion de los alumnos que esten interesados en tomar el curso a la secretaria de postgrado de la facultad de medicina y deben incluir los siguientes datos (nombre, apellidos, programa/carrera, email, telefono)

Grupos de Alumnos:

Grupo 1
Carlos Zamorano (carlzamorano@udec.cl)
Frana Bascic (frannabacic@gmail.com)
Pablo Cabrera (p.cabrera@gtdmail.com)
Javiera Villar (javillar22@gmail.com)
Prepaso 1 (sa 30.08.2014),  

Grupo 2
Oscar Arellano (areellano@gmail.com)
Alexis Diaz (adiazvegas@gmail.com)
Mario Pavez (mario.pavezgiani@gmail.com)
Roxana Sagues (RoxanaSagues@vtr.net)
Prepaso 2 (sa 30.08.2014),  

Grupo 3
Rodrigo Galvez (rodrigo.galvez.rojas@gmail.com)
Jimena Lopez (Jime.lopc@gmail.com)
Andrea Mendez (andresmg.kine@gmail.com)
Ivan Balarezzo (ibalarezzo@gmail.com)
Prepaso 3 (sa 30.08.2014),  

Grupo 4
Gerardo Fasce (gfasce@gmail.com)
Rodrigo Ortiz (rortiz@mutual.cl)
Mauricio Farias (maufaraya@yahoo.com)
Gustavo Zomosa (gzomosar@hotmail.com)
Prepaso 4 (sa 27.09.2014), 

Grupo 5
Andres Cortes (andres.e.cortesr@gmail.com)
Jorge Mansilla (jorgemansillas@gmail.com)
Gabriela Villavicencio (gavic610@gmail.com)
Javier Ortiz (javierortizc@gmail.com)
Prepaso 5 (sa 04.10.2014),  

Documentos y Literatura para Prepasos Prácticos

1. Bases de la Fluorescencia:
  Principles of Fluorescence Spectroscopy (1st chapter)
  Fluorescent proteins: a cell biologist's user guide. Erik Lee (2009), Trends in Cell Biology, Vol. 19(11) 649655
  Seeing is believing? Alison J. North, The Journal of Cell Biology, Vol. 172, No. 1, January 2, 2006 918

2. Bases de la Microscopía Confocal:
  ZEISS Principles of Confocal Microscopy
  Live Cell Spinning Disk Microscopy. Graf et al. (2005) Adv Biochem Engin/Biotechnol 95:57-75
  LEICE TCS LSI Brochure
  The Good, the Bad and the Ugly ! Helen Pearson, NATURE, 447, May 2007

3. Bases de la Deconvolución:
  Huygens Professional User Guide from SVI:
  Intracellular Fluorescent Probe Concentrations by Confocal Microscopy, Finck et al. 1998

4. Histogramas (capítulo 3) y filtros basados en convolución (low-pass, detección de bordes, capítulos 2 y 4):
  Feature Extraction and Image Processing, Nixon & Aguado (Elsevier) 2002.

5. Descriptores de forma:
  Feature Extraction and Image Processing, Nixon & Aguado (Elsevier) 2002. Capitulo 7: Chain codes, basic and moments descriptors.
  Computational Methods for Analysis of Dynamic Events In Cell Migration. Current Molecular Medicine 14(2). Shape and topology section.


Literatura para Seminarios

1. High throughput in vivo microscopy and cell tracking:
  Cell tracking using a photoconvertible fluorescent protein. Hatta (2006) Nature Protocols
  Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy. Keller (2008) Science 322:14

2. Medical image Analysis:
  Retrieving the intracellular topology from multi-scale protein mobility mapping in living cells. Baum (2014) Nature DOI: 10.1038/ncomms5494
  Cell tracking using a photoconvertible fluorescent protein. Hatta (2006) Nature Protocols
  Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy. Keller (2008) Science 322:14
  Escape Behavior Elicited by Single, Channelrhodopsin-2-Evoked Spikes in Zebrafish Somatosensory Neurons. Douglass (2008) Current Biology 18: 11:33

3. Digital Pathology:
  Cell tracking using a photoconvertible fluorescent protein. Hatta (2006) Nature Protocols
  Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy. Keller (2008) Science 322:14
  Escape Behavior Elicited by Single, Channelrhodopsin-2-Evoked Spikes in Zebrafish Somatosensory Neurons. Douglass (2008) Current Biology 18: 11:33

4. Localización y Colocalización:
  Measurement of colocalization of objects in dual-color confocal images, Manders E. (1993) Journal of Microscopy 169: 375-382
  A guided tour into subcellular colocalization analysis in light microscopy. Bolte S. et al (2006) Journal of Microscopy, 224 (3): 213232
  A guide to accurate fluorescence microscopy colocalization measurements. Comeau J.W., et al (2006) Biophys J. 91:4611-22
  Accurate measurements of protein interactions in cells via improved spatial image cross-correlation spectroscopy. Comeau J.W.et al (2008) Mol Biosyst. 4: 672-85
  Multi-Image Colocalization and Its Statistical Significance. Fletcher P et al (2010) Biophys J. 99:1996-2005
  Supporting Material: Multi-Image Colocalization and Its Statistical Significance. Fletcher P et al (2010) Biophys J. 99:1996-2005
  Confined Displacement Algorithm Determines True and Random Colocalization in Fluorescence Microscopy. Ramirez O et al (2010) Journal of Microscopy, Sep 1;239(3):173-83
  New Algorithm to Determine True Colocalization in Combination with Image Restoration and Time-Lapse Confocal Microscopy to Map Kinases in Mitochondria. Villalta et al (2011) PLOSone;6(4):e19031

5. Segmentación y aplicaciones:
  A Methodology for Evaluation of Boundary Detection Algorithms on Medical Images. Chalana et al (1997) IEEE Transactions on Medical Imaging 16(5):642-652
  Towards Objective Evaluation of Image segmentation Algorithms. Unnikrishnan et al (2007) IEEE Transactions on Pattern Analysis and Machine Intelligence 29(6):929-944
  A framework for comparing different image segmentation methods and its use in studying equivalences between level set and fuzzy connectedness frameworks. Ciesielski et al (2011) Computer Vision and Image Understanding 115:721-734
  Cell segmentation From 3-D Confocal Images of Early Zebrafish Embryogenensis. Zanella et al (2010) IEEE Transactions on Image Processing 19(3):770-781
  3-D Quantification of the Aortic Arch Morphology in 3-D CTA Data for Endovascular Aortic Repair. Worz et al (2010) IEEE Transactions on Biomedical Engineering 57(10):2359-2368

6. Flujo Óptico y aplicaciones:
 An Implementation of Multiscale Combined Local-Global Optical Flow. Jara et al (2014) IPOL.
  Computation and Visualization of Three-Dimensional Soft Tissue Motion in the Orbit. Abramoff et al (2002) IEEE Transactions on Medical imaging 21(4).

7. Cuantificación topológica y aplicaciones:
  Spatial mapping and quantification of developmental branching morphogenesis. Short el al (2013) Development 140.
  Computing Multiscale Curve and Surface Skeletons of Genus 0 Shapes Using a Global Importance Measure. Reniers et al (2008) IEEE TRANSACTIONS ON VISUALIZATION AND COMPUTER GRAPHICS 14(2).

8. Review: Microscopy Diffraction Barrier:
  Breaking the Diffraction Barrier: Super-Resolution Imaging of Cells. Huang B. et al (2010) Cell 143:1047-1058

8.1 STED-Microscopy:
  STED-Microscopy: Concepts for nanoscale resolution in fluorescence microscopy. Hell S. et al (2004) Current Opinion in Neurobiology 4:599-609
  Microscopy and its focal switch. Hell S. (2009) Nature Methods. 6(1):24-32

8.2 SIM-Microscopy:
  Subdiffraction multicolor imaging of the nuclear periphery with 3D structured illumination microscopy. Schermelleh et al (2008) Science, 320(5881):1332-6
  Three-dimensional resolution doubling in wide-field fluorescence microscopy by structured illumination. Gustafsson et al (2008) Biophys J, 94(12):4957-70
  Nonlinear structured-illumination microscopy: Wide-field fluorescence imaging with theoretically unlimited resolution Gustafsson (2005) 1381242953.6801PNAS: 1308113086

8.3 PALM/STORM-Microscopy:
  Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution. Betzig et al (2006) Science, 313(5793), 1642-5
  Super-resolution imaging by nanoscale localization of photoswitchable fluorescent probes. Bates M et al (2008) Curr Opin Chem Biol, 12(5): 505514
  A New Approach to Fluorescence Microscopy. Bates M (2010) SCIENCE 330: 1334-5
  Superresolution Imaging of Chemical Synapses in the Brain. Dani A et al (2010) Neuron 68, 843856

Material Adicional





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