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MSc Informatica Medica
U-Chile
U-Chile / International


Procesamiento de Imágenes y Bioseñales I & II

| 1 de Septiembre - 14 de Diciembre 2018, SCIAN-Lab & BNI, Facultad de Medicina, U-Chile |



Organización

Steffen Härtel / Mauricio Cerda, SCIAN-Lab, BNI, ICBM, F-Med, Universidad de Chile.

Lugar

Facultad de Medicina, Independencia 1027, Universidad de Chile, Santiago, Chile

Sala de Seminarios BNI - (Bajar plano  )



Profesores Participantes

ICBM | Facultad de Medicina, U-Chile y BNI
Dr. Steffen Härtel, SCIAN-Lab, Programa de Anatomía y Biología del Desarrollo (PABD)
Dr. Miguel Concha, LEO-Lab, PABD
Dr. Enzo Brunetti, Laboratorio Neuro-Sistemas
Dr. Mauricio Cerda, SCIAN-Lab, PABD
Dr.(c) Jorge Jara, SCIAN-Lab, PABD
Dr. Jorge Toledo, SCIAN-Lab, PABD
Dr. Violeta Chang, SCIAN-Lab, PABD
MSc. Susana Vargas, Centro de Espermiogramas Asistidos por Internet, SCIAN-Lab, PABD

CCTVal, Universidad Técnica Federico Santa María, UTFSM
Dra. Raquel Pezoa, Informatics Department, CCTVal, UTFSM

Centro de Modelamiento Matematico, CMM, FCFM, U-Chile
Dr. Axel Osses, CMM

Departamento de Tecnología Médica
Dr. Víctor Castañeda, SCIAN-Lab, PABD
Dr. Enzo Aguilar, Departamento de Tecnología Médica

Programa del Módulo

El módulo (M12) está dividido en dos cursos:
1. Procesamiento de Imágenes y Bioseñales I, M12.1 con 4 créditos:
2. Procesamiento de Imágenes y Bioseñales II, M12.2 con 3 créditos:

Tópicos centrales:
(i) Imágenes biológicas y biomédicas,
(ii) Métodos y técnicas de análisis y procesamiento de imágenes,
(iii) Análisis de estructuras biológicas y biomédicas en imágenes digitales, y
(iv) Microscopía de alta velocidad y súper resolución.

Clases Procesamiento de Imágenes y Bioseñales I

Sa 01.09, 9.00h, Sesión I: 3h 20min
A. Osses: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas I

Sa 01.09, 13.40h, Sesión II: 3h 20min
S Härtel: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas II

Sa 08.09, 9.00h, Sesión III: 3h 20min
J. Jara: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas III: Mic. de Fluorescencia (Práctico)

Sa 08.09, 13:40h, Sesión IV: 3h 20min
J. Toledo: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas IV (Práctico)

Sa 29.09, 9:00h, Sesión V: 3h 20min
V. Castañeda: Teoría de señales e imágenes I

Sa 29.09, 13:40h, Sesión VI: 3h 20min
E. Aguilar: Teoría de señales e imágenes II

Mi 03.10, 18:00h, Sesión VII: 3h 20min
A. Osses: Teoría de señales. Señales electrofisiológicas

Sa 06.10, 9:00h, Sesión VIII: 3h 20min
J. Jara: Métodos y técnicas de segmentación de imágenes I

Sa 06.10, 13:40h, Sesión IX: 3h 20min
J. Jara: Métodos y técnicas de segmentación de imágenes II

Sa 13.10, 9:00h, Sesión X: 3h 20min
J. Jara/J.Toledo: Métodos y técnicas de segmentación de imágenes III (Práctico)

Sa 13.10, 13:40h, Sesión XI: 3h 20min
M. Cerda: Análisis de estructuras biomédicas en imágenes digitales I

Ma 12.10, 18:00h, Sesión XII: 3h 20min
M. Cerda/J. Jara/J. Toledo: Análisis de estructuras biomédicas en imágenes digitales II y práctico

Clases Procesamiento de Imágenes y Bioseñales II

Vi 16.11, 18:00h, Sesión I: 3h 20min
M. Cerda: Interpretación de imágenes biológicas y biomédicas en series de tiempo I / IPOL

Sa 17.11, 9:00h, Sesión II: 3h 20min
M. Cerda/J. Jara: Interpretación de imágenes biológicas y biomédicas en series de tiempo II (Práctico)

Sa 17.11, 13:40h, Sesión III: 3h 20min
J. Toledo: Conceptos de microscopía óptica masiva y subdifracción (super-resolution) II

Ma 20.11, 18:00h, Sesión IV: 3h 20min
V. Castañeda/J. Toledo: Conceptos de microscopía óptica masiva (high throughput microscopy) y subdifracción (super-resolution) I

Vi 23.11, 18:00h, Sesión V: 3h 20min
J. Toledo/V. Castañeda/A. Osses/R. Pezoa: Espermiogramas Digitales

Vi 30.11, 18:00h, Sesión VI: 3h 20min
V. Castañeda/J. Toledo: Conceptos de microscopía óptica masiva y subdifracción (super-resolution) III (Práctico)

Ma 03.12, 18:00h, Sesión VII: 3h 20min
M. Cerda: Mallas geométricas y practico

Vi 07.12, 18:00h, Sesión VIII: 3h 20min
E. Aguilar: Procesamiento de audio de pruebas perceptuales

Ma 11.12, 18:00h, Sesión IX: 3h 20min
S. Härtel/V. Castañeda/J. Jara/M. Cerda/J. Toledo: Seminarios (práctico)

Preguntas Frecuentes

¿Cuánto cuesta el Curso?
  • Si eres alumno regular de la Universidad de Chile, el curso es gratuito.
  • Si no eres alumno regular de la Universidad de Chile, el valor del curso es de 17,5 UF.
¿Dónde me inscribo si NO soy alumno regular de post-grado de la Universidad de Chile?
  • Si no eres alumno regular de post-grado de la Universidad de Chile, debes comunicarte con la oficina de post-grado de la Facultad de Medicina de la Universidad de Chile, además de descargar y enviar el formulario de solicitud de cupo para alumno libre desde AQUI .
  • Mónica Astudillo, tel +56 2 2978 6440, correo: mastudillo@med.uchile.cl
  • Erika Acuña, tel +56 2 2978 9589, correo: magister@med.uchile.cl
  • Dirección: Avenida Independencia 1027, Santiago, Chile.

¿Dónde me inscribo si SOY alumno regular de post-grado de la Universidad de Chile?
  • Para el caso de alumnos de post-grado de otras facultades, cada secretaría de postgrado debe enviar la solicitud/inscripción de los alumnos que estén interesados en tomar el curso a la secretaría de post-grado de la Facultad de Medicina incluiyendo los siguientes datos: nombre, apellidos, programa/carrera, email, teléfono.

Grupos de Alumnos Curso I:

Grupo 1
Grupo 2
Grupo 3
Grupo 4
Grupo 5
Grupo 6


Notas Curso I:

Grupos de Alumnos Curso II:

Grupo 1 - Tema por definir
Grupo 2 - Tema por definir
Grupo 3 - Tema por definir
Grupo 4 - Tema por definir
Grupo 6 - Tema por definir
Grupo 7 - Tema por definir
Grupo 8 - Tema por definir

Documentos y Literatura para Prepasos Prácticos

1. Bases de la Fluorescencia
  Principles of Fluorescence Spectroscopy (1st chapter)
  Fluorescent proteins: a cell biologist's user guide. Erik Lee (2009), Trends in Cell Biology, Vol. 19(11) 649�655
  Seeing is believing? Alison J. North, The Journal of Cell Biology, Vol. 172, No. 1, January 2, 2006 9�18

2. Bases de la Microscopía Confocal
  ZEISS Principles of Confocal Microscopy
  Live Cell Spinning Disk Microscopy. Graf et al. (2005) Adv Biochem Engin/Biotechnol 95:57-75
  LEICE TCS LSI Brochure
  The Good, the Bad and the Ugly! Helen Pearson, NATURE, 447, May 2007

3. Bases de la Deconvolución
  Huygens Professional User Guide from SVI:
  Intracellular Fluorescent Probe Concentrations by Confocal Microscopy, Finck et al. 1998

4. Segmentación 1
  Feature Extraction and Image Processing, Nixon & Aguado (Elsevier) 2002. Histogramas (cap. 3) y filtros basados en convolución (pasa-bajos, detección de bordes, caps. 2, 4)

5. Segmentación 2
  Gold-standard and improved framework for sperm head segmentation. Chang et al. (2014).
  ACME: Automated Cell Morphology Extractor for Comprehensive Reconstruction of Cell Membranes. Mosaliganti et al. (2012).

6. Descriptores de forma 1
  Feature Extraction and Image Processing, Nixon & Aguado (Elsevier) 2002. Capitulo 7: Chain codes, basic and moments descriptors.
  Computational Methods for Analysis of Dynamic Events In Cell Migration. Current Molecular Medicine 14(2). Shape and topology section.

7. Descriptores de forma 2
  Semi-automated quantification of filopodial dynamics. Constantino et al. (2008).
  Analysis of endoplasmic reticulum of tobacco cells using confocal microscopy. Radochova et al. (2005).



Literatura para Seminarios

1. High throughput in vivo microscopy and cell tracking:
  Cell tracking using a photoconvertible fluorescent protein. Hatta (2006) Nature Protocols
  Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy. Keller (2008) Science 322:14

2. Medical image Analysis:
  Retrieving the intracellular topology from multi-scale protein mobility mapping in living cells. Baum (2014) Nature DOI: 10.1038/ncomms5494
  Cell tracking using a photoconvertible fluorescent protein. Hatta (2006) Nature Protocols
  Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy. Keller (2008) Science 322:14
  Escape Behavior Elicited by Single, Channelrhodopsin-2-Evoked Spikes in Zebrafish Somatosensory Neurons. Douglass (2008) Current Biology 18: 11:33

3. Digital Pathology:
  Cell tracking using a photoconvertible fluorescent protein. Hatta (2006) Nature Protocols
  Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy. Keller (2008) Science 322:14
  Escape Behavior Elicited by Single, Channelrhodopsin-2-Evoked Spikes in Zebrafish Somatosensory Neurons. Douglass (2008) Current Biology 18: 11:33

4. Localización y Colocalización:
  Measurement of colocalization of objects in dual-color confocal images, Manders E. (1993) Journal of Microscopy 169: 375-382
  A guided tour into subcellular colocalization analysis in light microscopy. Bolte S. et al (2006) Journal of Microscopy, 224 (3): 213�232
  A guide to accurate fluorescence microscopy colocalization measurements. Comeau J.W., et al (2006) Biophys J. 91:4611-22
  Accurate measurements of protein interactions in cells via improved spatial image cross-correlation spectroscopy. Comeau J.W.et al (2008) Mol Biosyst. 4: 672-85
  Multi-Image Colocalization and Its Statistical Significance. Fletcher P et al (2010) Biophys J. 99:1996-2005
  Supporting Material: Multi-Image Colocalization and Its Statistical Significance. Fletcher P et al (2010) Biophys J. 99:1996-2005
  Confined Displacement Algorithm Determines True and Random Colocalization in Fluorescence Microscopy. Ramirez O et al (2010) Journal of Microscopy, Sep 1;239(3):173-83
  New Algorithm to Determine True Colocalization in Combination with Image Restoration and Time-Lapse Confocal Microscopy to Map Kinases in Mitochondria. Villalta et al (2011) PLOSone;6(4):e19031

5. Segmentación y aplicaciones:
  A Methodology for Evaluation of Boundary Detection Algorithms on Medical Images. Chalana et al (1997) IEEE Transactions on Medical Imaging 16(5):642-652
  Towards Objective Evaluation of Image segmentation Algorithms. Unnikrishnan et al (2007) IEEE Transactions on Pattern Analysis and Machine Intelligence 29(6):929-944
  A framework for comparing different image segmentation methods and its use in studying equivalences between level set and fuzzy connectedness frameworks. Ciesielski et al (2011) Computer Vision and Image Understanding 115:721-734
  Cell segmentation From 3-D Confocal Images of Early Zebrafish Embryogenensis. Zanella et al (2010) IEEE Transactions on Image Processing 19(3):770-781
  3-D Quantification of the Aortic Arch Morphology in 3-D CTA Data for Endovascular Aortic Repair. Worz et al (2010) IEEE Transactions on Biomedical Engineering 57(10):2359-2368

6. Flujo Óptico y aplicaciones:
 An Implementation of Multiscale Combined Local-Global Optical Flow. Jara et al (2014) IPOL.
  Computation and Visualization of Three-Dimensional Soft Tissue Motion in the Orbit. Abramoff et al (2002) IEEE Transactions on Medical imaging 21(4).

7. Cuantificación topológica y aplicaciones:
  Spatial mapping and quantification of developmental branching morphogenesis. Short el al (2013) Development 140.
  Computing Multiscale Curve and Surface Skeletons of Genus 0 Shapes Using a Global Importance Measure. Reniers et al (2008) IEEE TRANSACTIONS ON VISUALIZATION AND COMPUTER GRAPHICS 14(2).

8. Review: Microscopy Diffraction Barrier:
  Breaking the Diffraction Barrier: Super-Resolution Imaging of Cells. Huang B. et al (2010) Cell 143:1047-1058

8.1 STED-Microscopy:
  STED-Microscopy: Concepts for nanoscale resolution in fluorescence microscopy. Hell S. et al (2004) Current Opinion in Neurobiology 4:599-609
  Microscopy and its focal switch. Hell S. (2009) Nature Methods. 6(1):24-32

8.2 SIM-Microscopy:
  Subdiffraction multicolor imaging of the nuclear periphery with 3D structured illumination microscopy. Schermelleh et al (2008) Science, 320(5881):1332-6
  Three-dimensional resolution doubling in wide-field fluorescence microscopy by structured illumination. Gustafsson et al (2008) Biophys J, 94(12):4957-70
  Nonlinear structured-illumination microscopy: Wide-field fluorescence imaging with theoretically unlimited resolution Gustafsson (2005) 1381242953.6801PNAS: 13081�13086

8.3 PALM/STORM-Microscopy:
  Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution. Betzig et al (2006) Science, 313(5793), 1642-5
  Super-resolution imaging by nanoscale localization of photoswitchable fluorescent probes. Bates M et al (2008) Curr Opin Chem Biol, 12(5): 505�514
  A New Approach to Fluorescence Microscopy. Bates M (2010) SCIENCE 330: 1334-5
  Superresolution Imaging of Chemical Synapses in the Brain. Dani A et al (2010) Neuron 68, 843�856

Material Adicional





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